
تعداد نشریات | 13 |
تعداد شمارهها | 622 |
تعداد مقالات | 6,489 |
تعداد مشاهده مقاله | 8,605,865 |
تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 8,198,910 |
تأثیر تنظیمکنندههای رشد بر ریزازدیادی پایهرویشی GF677 در شرایط محیطکشت مایع | ||
پژوهشهای تولید گیاهی | ||
مقاله 3، دوره 27، شماره 2، شهریور 1399، صفحه 43-57 اصل مقاله (381.91 K) | ||
نوع مقاله: پژوهشی | ||
شناسه دیجیتال (DOI): 10.22069/jopp.2020.16019.2442 | ||
نویسندگان | ||
محمد گردکانه* 1؛ مریم محمدی2؛ هدیه بدخشان3؛ عیسی ارجی4 | ||
1بخش تحقیقات علوم زراعی و باغی، مرکز تحقیقات، آموزش کشاورزی و منابع طبیعی استان کرمانشاه، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، کرمانشاه، ایران | ||
2دانشآموخته کارشناسیارشد گروه زراعت و اصلاح نباتات، دانشگاه کردستان، سنندج، ایران | ||
3گروه زراعت و اصلاح نباتات، دانشگاه کردستان، سنندج، ایران | ||
4بخش تحقیقات علوم زراعی و باغی، مرکز تحقیقات، آموزش کشاورزی و منابع طبیعی استان کرمانشاه، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، کرمانشاه، ایران | ||
چکیده | ||
ممقدمه: پایه GF677 (دورگ بین هلو و بادام)، یک پایه مناسب برای هلو، شلیل و بادام است که به طور گسترده در سراسر دنیا استفاده می-شود. به دلیل کارایی کم ازدیاد از طریق قلمه، کشتبافت روشی مناسب و سریع برای ازدیاد این پایه است. در محیط مایع تماس بافت گیاهی با محیطکشت بهتر، تکثیر سریعتر، و هزینه تولید کاهش مییابد. بنابراین هدف این تحقیق بهبود پرتکل ریزازدیادی پایه GF677، با استفاده از محیطکشت مایع بود. مواد و روشها: در این تحقیق ریزنمونههای گره ضدعفونی شده در محیطکشتهای MS، B5 و WPM در حالت مایع حاوی هورمون-های BA (بنزیلآدنین)، در پنج غلظت 25/0، 5/0، 1، 2 و 4 میلیگرم بر لیتر و IBA (ایندول-3- بوتیریک اسید)، در چهار غلظت 0، 1/0، 25/0 و 5/0 میلیگرم بر لیتر بررسی شد. آنالیز دادهها اساس روش آماری فاکتوریل در قالب طرح کاملاٌ تصادفی و مقایسات میانگین دادهها به روش آزمون LSD در سطح احتمــال 5% انجام شد. نتایج و بحث: نتایج نشان داد که حداکثر تعداد شاخساره (44/2 شاخساره) در محیط مایع WPM با غلظت 1 میلیگرم در لیتر BA و بلندترین طول شاخسارهها در محیطکشت حاوی 1 میلیگرم در لیتر BA و 25/0 میلیگرم در لیتر IBA در محیطکشت B5 مشاهده شد. این مطالعه نشان داد تعداد شاخساره با افزایش غلظت BA تا غلظت مشخصی افزایش یافت. به نظر میرسد که بین غلظت BA و تعداد شاخساره تا یک غلظت خاصی از BA، رابطه مثبت وجود دارد به طوری که تعداد شاخساره در غلظت 1 میلیگرم در لیتر BA به بیشترین تعداد خود رسید. در غلظتهای بالاتر از 1 میلیگرم در لیتر BAP، تعداد شاخسارهها کاهش یافت. به نظر میرسد پایه GF 677 دارای مقادیری از تنظیمکنندههای رشد به صورت درونزا باشند، به طوری که کاربرد غلظت کمی از تنظیم کنندههای رشد برونزا برای پرآوری آنها کافی است . به نظر می_رسد مقدار مشخصی از BA برای به دست آوردن بیشترین باززایی مورد نیاز است و غلظتهای بالاتر BA سبب ایجاد مقدار زیادی کالوس میشود که در کشتبافت برای تولید شاخساره مناسب نیست. جهت ریشهزایی، شاخسارهها را به محیطکشت MS جامد حاوی 1 میلیگرم در لیتر IBA و 5/0 میلیگرم در لیتر BA منتقل و 33 درصد ریشهزایی حاصل شد. گیاهچههای ریشهدار شده در محیط شامل پرلیت، ماسه و خاک به نسبت 1:2:1 قرار گرفتند. 90 درصد نمونههای انتقال یافته به محیط خاکی زنده مانده و رشد طبیعی داشتند. نتیجهگیری: ریزازدیادی پایه GF677 تحت تأثیر محیطکشت (MS، B5 و WPM) و تنظیمکنندههای رشد قرار گرفت. محیطکشت WPM همراه با 1 میلیگرم در لیتر BA با صددرصد باززایی ریزنمونهها و تولید بیشترین تعداد شاخساره (44/2 شاخساره)، مناسبترین محیط-کشت در بین سایر محیطهای کشت مورد استفاده بود. | ||
کلیدواژهها | ||
پایه رویشی؛ تنظیم کننده رشد؛ ریزازدیادی؛ محیط کشت | ||
مراجع | ||
1.Akba, F., Iskalan, Ç., Naml, S. and ErolAk, B. 2008. Effect of plant growth regulators on in vitro shoot multiplication of Amygdalus communis L. cv. Yaltsinki. Afr. J. Biotechnol. 8: 22. 6168-6174.
2.Akbarpour, E., Imani, A. and Ferdowskhah Yeganeh, S. 2017. Physiological and Morphological Responses of Almond Cultivars under In Vitro Drought Stress. J. Nuts. 8: 1. 61-72.
3.Afreen, F. 2007. Temporary immersion bioreactor. Plant Tiss. Cult. Eng.6: 87-201.
4.Ainsley, P.J., Collins, G.G. and Sedgley, M. 2001. In vitro rooting of almond (prunusdulcis mill.). In Vitro Cell. Dev. Biol. 37: 778-785.
5.Ali, A., Ahamad, T., Abbasi, N.A., Hafez, I. and Ahmad, H.I. 2009. Effect of Different concentrations of auxin on in vitro rooting of olive cultivar Moraiolo. Pak. J. Not. 41: 3. 1223-1231. 6.Alvard, D., Cote, F. and Teisson, C. 1993. Comparison of methods of liquid medium culture for bananapropagation. Effects of temporary immersion of explants. Plant Cell Tiss. Org. 32: 55-60.
7.Amiri, M.E. 2002. Mass Propagation of a Unique Variety of Pear (Pyruspyrifolia Nak. Cv. Sebri) by shoot Tip Culture in vitro. Acta Hort. 587: 55-56. 8.Ammer, M. 1999. Performance of Hansen, GF655 and GF677 peach rootstocks for rooting with the use of IBA under greenhouse condition. M.Sc. Thesis, Univ. Arid Agri. Rawalpindi, Pakistan. 65p.
9.Ansar, A., Touqeer, A., Nadeem, A.A. and Eshfaq, A.H. 2009. Effect of different media and growth regulators on in vitro shoot proliferation of olive cultivar 'Moraiolo'. Pak. J. Bot. 41: 783-795.
10.Andreu, P. and Marin, J.A. 2005.In vitro culture establishment and multiplication of the prunus rootstock Adesoto 101 (P. insititia L.) as affected by the type of propagation of the donor plant and by the culture medium composition. Sci Hort. 106: 258-267.
11.Biswas, M., Islam, R. and Hossian, M. 2007. Somatic embryogenesis in strawberry (Fragaria sp.) Through callus culture. Plant Cell Tiss Org.90: 40-45.
12.Channuntapipat, C., Sedgley, M. and Collins, G. 2003. Micropropagation of almond cultivars Nonpariel and NePlus Ultra and the hybrid rootstocks Titan × Nemaguard. Sci Hort. 98: 473-484.
13.Cheong, E.J. and An, C. 2015. Effect of carbohydrates on in vitroshoot growth of various Prunus species. Korean J. Plant Res. 28: 357-362.
14.Debnath, S.C. 2005. Strawberry sepal: another explant for thidiazuron-induced adventitious shoot regeneration. In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant. 41: 671-676.
15.Debnath, S.C. 2006. Zeatin overcomes thidiazuron-induced inhibition of shoot elongation and promotes rooting in strawberry culture in vitro. J. Hort. Sci. Biotech. 81: 349-354.
16.Debergh, P.C. 1987. Effects of agar brand and concentration on thetissue culture medium. Physiol. Plant. 59: 2. 270-276.
17.Dobránszki, J. and Teixeira da Silva, J.A. 2010. Micropropagation of apple - A review. Biotechnol. Adv. 28: 462-488.
18.Durkovic, J. 2006. Rapid micropropagation of mature wild cherry. Biol Plantarum.50: 733-736.
19.Fotopoulos, S. and Sotiropoulos, T.E. 2005. In vitro rooting of PR204/84 rootstock (Prunus persica ×P. amygdalus) as influenced by mineral concentration of the culture medium and exposure to darkness for a period. Agron. Res. 3: 1. 3-8.
20.Godoy, S., Tapia, E., Seit, P., Andrade, D., Sánchez, E., Andrade, P., Almeida, A.M. and Prieto, H. 2017. Temporary immersion systems for the mass propagation of sweet cherry cultivars and cherry rootstocks: development of a micropropagation procedure and effect of culture conditions on plant quality.In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant.53: 494-504.
21.Hartmann, H.T., Kester, D.E.,Davies, Jr.F.T. and Geneve, R.L. 2007. Plant Hormones. In: Plant Propagation: Principle and Practices. 7th edition, Prentice-Hall, New Delhi. Pp: 292-320.
22.Hassan, S.A.M. and Zayed, N.S. 2018. Factor Controlling Micropropagationof Fruit Trees: A Review. Sci. Int.6: 1. 1-10.
23.Iskalan, Ç., Adıyaman, F., Naml, S., Tilkat, E. and Basaran, D. 2008. In vitro micropropagation of almond (Amygdalus communis L. cv. Nonpareil). Afr. J. Biotechnol. 7: 12. 1875-1880.
24.Kamali, K., Majidi, E. and Zarghami,R. 2006. Micropropagation of GF677 rootstocks (Prunus amygdalus × P. persica). Agris. 56: 175-177.
25.Maalej, M., Chaari, A.R. and Drira, N. 2006. Contribution to the improvement of olive tree somatic embryogenesis by mineral and organic analysis of zygotic embryos. Euphytica. 151: 31-37.
26.Majidi, E. and Davodi, D. 2005. Microtuber production in potato by periodical bioreactor. J. Agron. Sci. 5: 4. 302-304. 27.McCown, B.H. 2000. Woody shrubsand trees. In: Plant Tissue Culture: Techniques and Experiments. (Ed.): R.H. Smith, 2nd ed. Academic Press, New York. Pp: 123-134.
28.Meneguzzi, A., Gonçalves, M.J., Camargo, S.S., Grimaldi, F., Weber, G.C. and Rufato, L. 2017. Micropropagation of the new apple rootstock ‘G. 814’. Ciência Rural.47: 06. 1-5.
29.Nazary Moghaddam, R. and Yadollahi, A. 2012. Micropropagation of GF 677 Rootstock. J. Agric. Sci. 4: 5. 131-138.
30.Nezami Alanagh, E., Garoosi, G.A., Haddad, R., Maleki, S., Landín, M. and Gallego, P.P. 2014. Design of tissue culture media for efficient Prunus rootstock micropropagation using artificial intelligence models. Plant Cell Tiss Org. 117: 3. 349-359.
31.Nosrati, S.Z. 2003. In vitro propagation of some pear (Pyrus communis L.) cultivars. M.Sc. Thesis. The University of Tehran, Tehran, Iran.
32.Peyvandi, M., Noormohammadi, Z., Banihashemi, O., Farahani, F., Majid, A., Hosseini Mazinani, M. and Sheidai, M. 2010. Molecular Analysis of Genetic Stability in Long Term Micropropagated Shoots of Olea europaea L. (cv. Dezful). Asian J. Plant Sci. 8: 146-152.
33.Pilar, A. and Marin, J.A. 2005. In vitro culture establishment and multiplication of the Prunus rootstock ‘Adesoto 101’ (P. insititia L.) as affected by the type of propagation of the donor plant and by the culture medium composition. Sci Hort. 106: 258-267.
34.Pruski, K., Astatkie, T. and Nowak, J. 2005. Tissue culture propagation of Mongolian cherry (Prunus froticosa) and Nanking cherry (P. tomentosa). Plant Cell, Tiss. Org. 82: 207-211.
35.Ruzic, D.J.V. and Vujovic T.I. 2008. The effect of cytokinin types and their concentration on in vitro, multiplication of sweet cherry cv. Hort. Sci. 35: 12-21.
36.Sandal, I., Bhattacharya, A. andAhuja, P.S. 2001. An efficient liquid culturesystem for tea shoot proliferation. Plant Cell, Tiss. Org. 65: 75-80.
37.Sharifmoghaddam, N., Safarnejad, A., and Tabatabaei, S.M. 2011. The effect of plant growth regulators on callus induction and regeneration of GF677 rootstock. Int. J. Sci. Nat. 2: 4. 805-808.
38.Sepahvand, S., Ebadi, A., Kamali, K. and Ghaemmaghami, S.A. 2012.Effects of Myo-Inositol and Thiamine on Micropropagation of GF677(Peach × Almond Hybrid). J. Agric. Sci. 4: 275-280.
39.Sutter, E.G. 1996. General laboratory requirements, media and sterilization methods. In: Trigiano, R.N., Gray, D.J. (Eds.) Plant tissue culture concepts and laboratory Exercises, CRC Press, New York, Pp: 11-25.
40.Taiz, L. and Zeiger, E. 2002. Mineral Nutrition. In: Plant Physiology. 2nd ed. Sinaver Associates Inc. Pub. Pp: 67-86.
41.Tatari Vernosafadarani, M. and Mousavi, S.A. 2013. Optimization of in vitro culture in tetra, nemaguard and GF677 clonal rootstocks. J. Crop Improv. 15: 3. 103-115.
42.Thorpe, T.A. 2006. History of plant tissue culture. In: Plant Cell Culture Protocols. (Eds.): B.M. Loyola-Vargas, F. Vazquez-Flota. 2nd edn. Totowa, NJ.: Humana Press Inc. 9: 32.
43.Teixeira da Silva, J.A., Gulyás, A., Magyar-Tábori, K., Wang, M., Wang, Q. and Dobránszki, J. 2019. In vitro tissue culture of apple and otherMalus species: recent advances and applications. Planta. 249: 975.
44.Wiszniewska, A., Nowak, B., Kołton, A., Sitek, E., Grabski, K., Dziurka, M., Długosz-Grochowska, O., Dziurka, K. and Tukaj, Z. 2016. Rooting response of Prunus domesticaL. microshoots in the presence of phytoactive medium supplements. Plant Cell Tiss Org.125: 163-176.
45.Zia ul hasan, S., Ahmad, T., Ahmad hafiz, I. and Hussain, A. 2010. Direct plant regeneration from leaves of prunus rootstock GF677 (Prunus amygdalus × P. persica). Pak. J. Bot. 42: 6. 3817-3830. | ||
آمار تعداد مشاهده مقاله: 654 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 374 |