
تعداد نشریات | 13 |
تعداد شمارهها | 622 |
تعداد مقالات | 6,489 |
تعداد مشاهده مقاله | 8,604,749 |
تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 8,198,341 |
ارزیابی کمی میزان مشارکت برخی صفات بیوشیمیایی گیاه کینوا در مقاومت به خشکی | ||
پژوهشهای تولید گیاهی | ||
دوره 30، شماره 3، مهر 1402، صفحه 65-84 اصل مقاله (1019.21 K) | ||
نوع مقاله: مقاله کامل علمی پژوهشی | ||
شناسه دیجیتال (DOI): 10.22069/jopp.2023.20657.2968 | ||
نویسندگان | ||
شیما سپاسی1؛ منوچهر قلی پور* 2؛ حمید عباس دخت3؛ مهدی خورشیدی4 | ||
1دانشجوی دکتری اکولوژی کشاورزی، گروه زراعت، دانشکده کشاورزی، دانشگاه صنعتی شاهرود، شاهرود، ایران. | ||
2نویسنده مسئول، دانشیار گروه زراعت، دانشکده کشاورزی، دانشگاه صنعتی شاهرود، شاهرود، ایران. | ||
3دانشیار گروه زراعت، دانشکده کشاورزی، دانشگاه صنعتی شاهرود، شاهرود، ایران | ||
4استادیار گروه زیستشناسی، دانشکده زیستشناسی، دانشگاه دامغان، دامغان، ایران | ||
چکیده | ||
سابقه و هدف: در شرایط تنش اکسیداتیو، کمیت برخی صفات بیوشیمیایی از جمله آنتیاکسیدانها در گیاه افزایش مییابد. اکنون این سؤال مطرح است که تغییر افزایشی در این صفات میتواند همواره باعث افزایش مقاومت به خشکی (زیست توده بیشتر) در شرایط واجد تنش خشکی شود؟ در این خصوص نتایج ضد و نقیضی منتشر شده است که تقریباً اکثراً مبتنی بر ضریب همبستگی آنها میباشد. هدف از این مطالعه، تأملی عمیقتر از گذشته بر این پیچیدگیها در کینوا بود؛ بهطوری که با استفاده از رگرسیون غیرخطی چندگانه مبتنی بر گزینش گام به گام، روابط غیرخطی، همافزا (سینرژیسم) و متضاد (آنتاگونیسم) چند صفت بیوشیمیایی با وزن زیست توده بررسی گردید و نهایتاً، تابع رگرسیونی حاصله بهحداکثر رسانی شد. مواد و روشها: آزمایشی به صورت اسپلیتپلات بر پایه طرح بلوکهای کامل تصادفی در سه تکرار و دو مکان (دامغان و دیباج) به اجرا درآمد. فاکتورها شامل سطوح کمآبیاری {شاهد (آبیاری به میزان 100% نیاز آبی گیاه)، کمآبیاری متوسط (70%)، و کمآبیاری شدید (40%)} در کرتهای اصلی، و محلولپاشی نیتروفنولات سدیم {شاهد (پاشش آب معمولی بر روی گیاه)، محلولپاشی در زمان ساقهروی و محلولپاشی بههنگام گلدهی} در کرتهای فرعی بود. دادههای مربوط به زیست توده (متغیر وابسته؛ Y یا مقاومت به خشکی) و چند رگرسور (سوپراکسید دیسموتاز، آنتوسیانین، قندهای محلول، پرولین، کاروتنوئید، سوپراکسید دیسموتاز، آسکوربات-پراکسیداز و کاتالاز؛ X یا متغیرهای مستقل) در شرایط کمآبیاری شدید برای تجزیه و تحلیل مورد استفاده قرار گرفتند. یافتهها: نتایج حاصل از تجزیه رگرسیون نشان داد که رابطه کاروتنوئید، کاتالاز، آسکوربات پراکسیداز و آنتوسیانین با مقاومت به خشکی رابطهای درجه دو بود، با این حال این رابطه، تفاوت زیادی داشت. به طوریکه از لحاظ آماری، اثر مثبت کاتالاز، آنتوسیانین و آسکوربات پراکسیداز در غلظت (فعالیت)های کم معنیدار نبود (با افزایش غلظت، تغییری در مقاومت به خشکی ایجاد نشد) ولی اثر غلظتهای بالاتر کاتالاز و آنتوسیانین اثری کاهنده، و اثر غلظتهای بالاتر آسکوربات پراکسیداز به عنوان اثری افزاینده شناخته شد. در مقابل، هم تأثیر غلظتهای کم و هم تأثیر غلظتهای بالاتر کاروتنوئید افزاینده بود؛ به انضمام اینکه، اثر مثبت غلظتهای بالاتر کاروتنوئید اندکی بیشتر از اثرِ غلظتهایِ کمِ آن بهدست آمد. پرولین و کاتالاز بالاترین تأثیر را بر مقاومت به خشکی به جای گذاردند به شرطی که افزایش آنها توأمان در نظر گرفته میشد (رابطه سینرژیست). اثر قندهای محلول، منفی بهدست آمد؛ به ویژه اینکه افزایش توأمان قندهای محلول با پرولین منجر به کاهش شدید مقاومت به خشکی گردید (رابطه آنتاگونیست)؛ از این رو به نظر میرسد افزایش این دو نباید مد نظر اصلاحگران قرار بگیرد. نتیجهگیری: نتایج بهینهسازی (بهحدکثر رسانی) تابع رگرسیونی حاکی از آن بود که ترکیبی از Unit SOD.g-1FW600 سوپراکسید دیسموتاز، μmol ascorbate min-1.mg-1.FW58/8 آسکوربات پراکسیداز، μmol H2O2.min-1.mg-1FW28/2 کاتالاز، mg.g-1FW 65/6 قندهای محلول، mg.g-1FW 15/2 آنتوسیانین، mg.g-1FW 79/6 پرولین، و mg.g-1FW 8/18 کاروتنوئید منجر به افزایش زیست توده به میزان 9% بالاتر از بیشترین مقدار مشاهده شده زیست توده گردید. | ||
کلیدواژهها | ||
سینرژیسم؛ آنتاگونیسم؛ بهینهسازی؛ رگرسیون؛ کینوا | ||
مراجع | ||
1.Lin, P. H. & Chao, Y. Y. (2021). Different drought-tolerant mechanisms in quinoa (Chenopodium quinoa Willd) and djulis (Chenopodium formosanum Koidz.) based on physiological analysis. Plants, 10, 2279-2292.
2.Hinojosa, L., González, J. A., Barrios-Masias, F. H., Fuentes, F. & Murphy, K. M. (2018). Quinoa abiotic stress responses: a review. Plants, 7, 106-117.
3.Reguera, M., Conesa, C. M., Gil-Gómez, A., Haros, C. M., Pérez-Casas, M. Á., Briones-Labarca, L., Bolaños, L., Bonilla, I., Álvarez, R. & Pinto K. (2018). The impact of different agroecological conditions on the nutritional composition of quinoa seeds. Peer Journal, 19, 1-22.
4.Vega-Gálvez, A., Miranda, M., Vergara, J., Uribe, E., Puente, L. & Martínez, E.A. (2010). Nutrition facts and functional potential of quinoa (Chenopodium quinoa Willd.), an ancient Andean grain: a review. Journal of the Science of Food and Agriculture, 90, 2541-2547.
5.Soares, A. M. S., Souza, T. F., Jacinto, T. & Machado, O. L. T. (2010). Effect of methyl jasmonate on antioxidative enzyme activities and on the contents of ROS and H2O2 in Ricinus communis leaves. Brazilian Journal of Plant Physiology, 22, 151-158.
6.Tabarzad, A., Ayoubi, B., Riasat, M., Moucheshi, A. S. & Pessarakli, M. (2017). Perusing biochemical antioxidant enzymes as selection criteria under drought stress in wheat varieties. Journal of Plant Nutrition, 40, 2413-2420.
7.Hoseini, S. S., Cheniany, M., Lahouti, M. & Ganjeali, A. (2016). Evaluation of resistance to drought stress in seedlings of two lines of triticale (Triticosecale × Wittmack) with emphasis on some enzymatic and non-enzymatic antioxidants. Journal of Plant Biology, 30, 27-42. [In Persian]
8.Snider, J. L., Oosterhuis, D. M., Skulman, B. W. & Kawakami, E. M. (2009). Heat stress-induced limitations to reproductive success in Gossypium hirsutum. Physiologia Plantarum, 137, 125-138.
9.Rahimi, J., Rashidi, V., Shahbazi, H., Moghaddam-Vahed, M. & Khalilvand-Behrouzyar, E. (2021). Evaluation of activity of antioxidant enzymes and grain yield in barley (Hordeum vulgare L.) cultivars under salinity stress. Environmental Stresses in Crop Sciences, 14, 783-791. [In Persian]
10.Jabari, F., Ahmadi, A., Poustini, K. & Alizadeh, H. (2016). Relationship between some antioxidant enzymes activities and cell membrane and chlorophyll stability in drought-tolerant and succeptible wheat cultivars. Journal of Agricultural Science, 37, 307-316. [In Persian]
11.Espanani, S., Majidi, M. M., Alaei, H., Saeidi, G. & Farhadi, F. (2020). Physiological changes in flowering stage due to drought stress in F4 lines derived from inter-specific hybridization of safflower. Journal of Plant Process and Function, 9, 125-147. [In Persian]
12.Ahmadi, K. & Omidi, H. (2019). Evaluation of morphological properties, yield components and catalase enzyme in Lallemantia royleana Benth. populations under drought stress. J. Agric. Ecol. 2, 757-774. [In Persian]
13.Soleimani-Fard, A. & Naseri, R. (2020). Evaluation of relationships between grain yield and agro-physiological traits of bread wheat genotypes under rainfed conditions. Environmental Stresses in Crop Sciences, 13, 701-714. [In Persian]
14.Mhamdi, A., Queval, G., Chaouch, S., Vanderauwera, S., Breusegem, F. V. & Noctor, G. (2010). Catalase function in plants: a focus on arabidopsis mutants as stress-mimic models. Journal of Experimental Botany, 61, 4197-4220.
15.Pan, Y., Wu, L. J. & Yu, Z. L. (2006). Effect of salt and drought stress on antioxidant enzymes activities and SOD isoenzymes of liquorice (Glycyrrhiza uralensis Fisch). Plant Growth Regulation, 49, 157-165.
16.Beauchamp, C. & Fridovich, M. (1971). Superoxide dismutase: improved assays and assay applicable to acrylamide gels. Analytical Biochemistry, 44, 276-287.
17.Mita, S., Murano, N., Akaike, M. & Nakamura, K. (1997). Mutants of Arabidopsis thaliana with pleiotropic effects on the expression of the gene for beta-amylase and on the accumulation of anthocyanin that is inducible by sugars. Plant Journal, 11, 841-851.
18.Irigoyen, J. J., Emerich, D. W. & Sanchez-Dias, M. (1992). Water stress induced changes in concentrations of proline and total soluble sugars in nodulated alfalfa (Medicago Sativa) plants. Plant Physiology, 84, 55-60.
19.Bates, L. S., Waldren, R. P. & Teare, I. D. (1973). Rapid determination of free proline for water-stress studies. Plant Soil, 39, 205-207.
20.Hiscox, J. D. & Israelstam, G. F. (1979). A method for the extraction of chlorophyll from leaf tissue without maceration. Canadian Journal of Botany, 57, 1332-1334.
21.Giannopolitis, C. N. and Ries, S. K. (1977). Superoxide dismutases I. occurrence in higher plants. Plant Physiology, 59, 309-314.
22.Nakano, Y. & Asada, K. (1981). Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant Cell Physiology, 22, 867-880.
23.Havir, E. A. & Mchale, N. A. (1987). Biochemical and developmental characterization of multiple forms of catalase in tobacco leaves. Plant Physiology, 84, 450-455.
24.Sarker, U. & Oba, S. (2018). Catalase, superoxide dismutase and ascorbate-glutathione cycle enzymes confer drought tolerance of Amaranthus tricolor. Scientific Reports, 8, 1-12.
25.Franco, A. C., Matsubara, S. & Orthen, B. (2007). Photoinhibition, carotenoid composition and the co-regulation of photochemical and non-photochemical quenching in neotropical Savanna trees. Tree Physiol. 27: 717-725.
26.Thomas, C. E., Morehouse, L. A. & Aust, S. D. (1985). Ferritin and superoxide-dependent lipid peroxidation. Journal of Biological Chemistry, 260, 3275-3280.
27.Poli, Y., Nallamothu, V., Balakrishnan, D., Ramesh, P., Desiraju, S., Mangrauthia, S. K., Voleti, S. R. & Neelamraju, S. (2018). Increased catalase activity and maintenance of photosystem II distinguishes high-yield mutants from low-yield mutants of rice var. Nagina22 under low-phosphorus stress. Frontiers in Plant Science, 9, 1543-1556.
28.Sofo, A., Scopa, A., Nuzzaci, M. & Vitti, A. (2015). Ascorbate peroxidase and catalase activities and their genetic gegulation in plants subjected to drought and salinity stresses. International Journal of Molecular Sciences, 9, 13561-13578.
29.Bharti, K., Pandey, N., Shankhdhar, D., Srivastava, P. C. & Shankhdhar, S. C. (2014). Effect of different zinc levels on activity of superoxide dismutases and acid phosphatases and organic acid exudation on wheat genotypes. Physiology and Molecular Biology of Plants, 20, 41-48.
30.Bartwal, A., Mall, R., Lohani, P., Guru, S. K. & Arora, S. (2013). Role of secondary metabolites and brassinosteroids in plant defense against environmental stresses. Journal of Plant Growth Regulation, 32, 216-232.
31.Parihar, P., Singh, S., Singh, R., Singh, V. P. & Prasad, S. M. (2015). Effect of salinity stress on plants and its tolerance strategies: a review. Environmental Science and Pollution Research, 22, 4056-4075.
32.Cirillo, V., D’Amelia, V., Esposito, M., Amitrano, C., Carillo, P., Carputo, D. & Maggio, A. (2021). Anthocyanins are key regulators of drought stress tolerance in tobacco. Biology, 10, 139-151. | ||
آمار تعداد مشاهده مقاله: 224 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 171 |