
تعداد نشریات | 13 |
تعداد شمارهها | 626 |
تعداد مقالات | 6,517 |
تعداد مشاهده مقاله | 8,746,948 |
تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 8,317,532 |
جداسازی قارچ حل کننده فسفات از معدن فسفات و شناسائی مولکولی آن بر اساس توالی ژن کالمودولین | ||
مجله مدیریت خاک و تولید پایدار | ||
مقاله 11، دوره 8، شماره 2، شهریور 1397، صفحه 177-188 اصل مقاله (1.02 M) | ||
نوع مقاله: مقاله کامل علمی پژوهشی | ||
شناسه دیجیتال (DOI): 10.22069/ejsms.2018.14110.1781 | ||
نویسندگان | ||
راحله جمشیدی1؛ بهی جلیلی* 2؛ محمدعلی بهمنیار3؛ سروش سالک گیلانی4 | ||
1دانشجوی سابق کارشناسی ارشد، گروه علوم خاک، دانشکده علوم زراعی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری | ||
2استادیار، گروه علوم خاک، دانشکده علوم زراعی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری | ||
3استاد، گروه علوم خاک، دانشکده علوم زراعی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری | ||
4مربی، گروه علوم خاک، دانشکده علوم زرراعی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری | ||
چکیده | ||
سابقه و هدف: فسفر یکی از عناصر پرمصرف است و در بسیاری از فرآیندهای ضروری گیاه مانند تنفس، تقسیم سلولی، توسعه ریشه، فتوسنتز، تجزیه قند، نقل و انتقال مواد مغذی در داخل گیاه، انتقال خصوصیات ژنتیکی از یک نسل به نسل دیگر و تنظیم مسیرهای سوخت و ساز دخالت دارد. هنگامیکه محتوای فسفر در خاک از 1/0% کمترگردد، کمبود رخ میدهد. امروزه جهت دستیابی به توسعه پایدار، استفاده از منابع طبیعی ارزان قیمت مغذی گیاهی مثل سنگ فسفات ضرورت دارد. در سالهای اخیر استفاده از میکروارگانیسمهای حلکننده فسفر جهت انحلال سنگ فسفات مورد مطالعه قرار گرفته است. هدف از این مطالعه، جداسازی قارچهای بومی دارای توانایی انحلال فسفر نامحلول و تعیین هویت موثرترین جدایه در سطح گونه بود. مواد و روشها: از خاک اطراف معدن فسفر دلیر واقع در چالوس، (مازندران) نمونهبرداری انجام شد. پس از تهیه سری رقتها از سوسپانسیون خاک و انجام کشت در محیطهای NBRIP-BPB و PVK کلنیهای قارچی حل کننده فسفات جداسازی شدند. توانایی انحلال فسفات قارچهای جدا شده در محیط کشت مایع NBRIP نیز بررسی گردید. فسفر آزاد شده در محیط مایع و pH نمونهها با استفاده از دستگاه pHمتر اندازهگیری شد. جدایهای که pH محیط را به میزان زیادی کاهش داد، فسفر بیشتری آزاد کرد و دارای شاخص انحلال بزرگتری بود، انتخاب شد. جدایه منتخب در ابتدا بر اساس توالی یابی ناحیه ITS مورد بررسی قرار گرفت و سپس شناسایی دقیق گونه با استفاده از تفاوتهای مولکولی بهدست آمده از توالی یابی ژن کالمودولین انجام شد. یافتهها: نتایج حاکی از آن است که استفاده از محیط کشت NBRIP-BPB نسبت به محیط کشت PVK برای جداسازی قارچ حل کننده فسفات مناسبتر است. غربالگری در محیط جامد و مایع برای هر یک از جدایهها انجام گردید و جدایه SANRU به عنوان موثرترین جدایه در انحلال فسفات نامحلول انتخاب شد. نتایج حاصل از مقایسه توالی ژن ITS با توالیهای موجود در بانک ژن نشان داد، سویه SANRU 100% با گونههای A.niger و A.tubingensis مشابهت دارد، به منظور غلبه بر این عدم اطمینان، بخشی از ژن کالمودولین تکثیر و توالییابی گردید، تکثیر بخشی از توالی ژن کالمودولین نشان داد سویه SANRU متعلق به سکشن tubingensis است و نمونه تعیین توالی شده با شماره دسترسی KT222864 در بانک جهانی ژن ثبت گردید. نتیجهگیری: با توجه به نتایج حاصل از این بررسی غربالگری همزمان در محیط جامد و مایع برای تعیین توان انحلال فسفات، پیشنهاد میگردد. بنا به نتایج این مطالعه روش تعیین توالی ژن کالمودولین در مقایسه با ITS از دقت بسیار بالاتری برای تمایز گونههای آسپرژیلوس برخوردار است، لذا برای شناسایی دقیق آسپرژیلوسها در حد گونه توصیه میشود. | ||
کلیدواژهها | ||
آسپرژیلوس توبینجنسیس؛ کالمودولین؛ محیط کشت NBRIP-BPB | ||
مراجع | ||
1.Achal, V., Savant, V.V., and Sudhakara Reddy, M. 2007. Phosphate solubilization by wild type train and UV-induced mutants of Aspergillus tubingensis. Soil Biol. Biochem. 39: 2. 695-699. 2.Babu, V.S., Triven I, S., Subhash Reddy, R., and Sathyanarayana, J. 2017. Isolation and characterization of phosphate solubilizing microorganisms from Maize rhizosperic soils. BEPLS. 6: 1. 194-200. 3.Chen, Y.P., Rekha, P.D., Arun, A.B., Shen, F.T., Lai, W.A., and Young, C.C. 2006. Phosphate solubilizing bacteria from subtropical soil and their tricalcium phosphate solubilizing abilities. Appl. Soil Ecol. 34: 1. 33-41. 4.El-Azeem, S.A.M.A., Mehana, T.A., and Shabayek, A.A. 2007. Some plant growth promoting traits of rhizobacteria isolated from Suez Canal region, Egypt. P 1517-1525, 8th African Crop Science Society Conference. El-Minia, Egypt. 5.Gerretsen, F.C. 1948. The influence of microorganisms on the phosphate intake by the plant. Plant Soil. 1: 1. 51-81. 6.Gupta, R., Rekha, S., Aparna, S., and Kuhad, R.C. 1994. A modified plate assay for screening phosphate solubilizing microorganisms. J. Gen. Appl. Microbiol. 40: 3. 255-260. 7.Hue, N.V., and Fox, R.L. 2010. Predicting plant phosphorus requirements for Hawaii soils using a combination of phosphorus sorption isotherms and chemical extraction methods. Commun Soil Sci. Plant Anal. 41: 2. 133-143. 8.Jain, R., Saxena, J., and Sharma, V. 2014. Differential effects of immobilized and free forms of phosphate-solubilizing fungal strains on the growth and phosphorus uptake of mung bean plants. Ann. Microbiol. 64: 4. 1523-1534. 9.Kaur, G., and Reddy, M.S. 2015. Effects of phosphate-solubilizing bacteria, rock phosphate and chemical fertilizers on maize-wheat cropping cycle and economics. Pedosphere. 25: 3. 428-437. 10.Khan, M.S., Ziadi, A., and Wani, P.A. 2007. Role of phosphate solubilizing microorganisms in sustainable agriculture - A review. Agron. Sustain. Dev. 27: 1. 29-43. 11.Khan, M.S., Ziadi, A., Ahemad, M., Oves, M., and Wani, P.A. 2010. Plant growth promotion by phosphate solubilizing fungi- current perspective. Arch. Agron. Soil Sci. 56: 1. 73-98. 12.Liu, Z., Li, Y.C., Zhang, S., Fu, Y., Fan, X., Patel, J.S., and Zhang, M. 2015. Characterization of phosphate-solubilizing bacteria isolated from calcareous soils. Appl. Soil Ecol. 96: 217-224. 13.Malviya, J., Singh, K., and Joshi, V. 2011. Effect of phosphate solubilizing fungi on growth and nutrient uptake of ground nut (Arachis hypogaea) Plants. Adv. Biores. 2: 2. 110-113. 14.Mehta, S., and Nautiyal, C.S. 2001. An efficient method for qualitative screening of phosphate solubilizing bacteria. Curr. Microbiol. 43: 1. 51-56. 15.Molla, M.A.Z., Chowdhury, A.A., Islam, A., and Hoque, S. 1984. Microbial mineralization of organic phosphate in soil. Plant Soil. 78: 3. 393-399. 16.Muh, J., Baharuddin, and Bachrul, I. 2013. In vitro selection of rock phosphate solubility by microorganism from Ultisols in South Sulawesi, Indonesia. AJAF. 1: 4. 68-73. 17.Murphy, J., and Riley, J.P. 1962. A modified single solution method for the determination of phosphate in natural waters. Anal. Chem. Acta. 27: 31-36. 18.Nautiyal, C.S. 1999. An efficient microbiological growth medium for screening phosphate solubilizing microorganisms. FEMS Microbiol. Lett. 170: 1. 265-270. 19.Oviasogie, P.O., and Uzoekwe, S.A. 2011. Concentration of available phosphorus in soil amended with rock phosphate and palm oil mill effluent. EJESM. 4: 1. 64-67. 20.Parenicova, L., Skouboe, P., Samson, R.A., Rossen, L., and Visser, J. 2000. Molecular tools for the classification of black Aspergilli. P 413-424, In: Samson, R.A., and J.I. Pitt (eds.), Integration of Modern Taxonomic Methods of Penicillium and Aspergillus Classification. Harwood academic Publishers, Amsterdam, The Netherlands. 21.Pikovskaya, R.I. 1948. Mobilization of phosphorus in soil in connection with vital activity by some microbial species. Microbiology. 17: 362-370. 22.Rajan, S.S.S., Watkinson, J.H., and Sinclair, A.G. 1996. Phosphate rocks for direct application to soils. Adv. Agron. 57: 77-159. 23.Sharma, S., Kumar, V., and Tripathi, R.B. 2011. Isolation of phosphate solubilizing microorganism (PSMs) from soil. J. Microbiol. Biotechnol. Res. 1: 2. 90-95. 24.Susca, A., Stea, S., Mule, G., and Perrone, G. 2007. Polymerase chain reaction (PCR) identification of Aspergillus niger and Aspergillus tubingensis based on the calmodulin gene. Food Addit Contam. 24: 10. 1154-1160. 25.Vassilev, N., Vassileva, M., Fenice, M., and Federici, F. 2001. Immobilized cell technology applied in solubilization of insoluble inorganic (rock) phosphates and P plant acquisition. Bioresour. Technol. 79: 3. 263-271. 26.Whitelaw, M.A. 2000. Growth promotion of plants inoculated with phosphate-solubilizing fungi. Adv. Agron. 69: 99-151. | ||
آمار تعداد مشاهده مقاله: 1,109 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 531 |