دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان

 آمار

تعداد نشریات14
تعداد شماره‌ها688
تعداد مقالات7,127
تعداد مشاهده مقاله11,349,429
تعداد دریافت فایل اصل مقاله10,284,034
اکبرزاده کرگان, فریبا, نعمت‌اللهی, محمد علی, سلطانی فیروز, محمود, حسینی, سید ولی, فرشباف آقاجانی, پویا. (1404). بهینه‌سازی کشت نانوکلروپسیس اوکولاتا: اثرات هم‌افزای تنش شوری و فراصوت برای تولید زیست‌توده پایدار. , 14(4), 83-100. doi: 10.22069/japu.2025.23774.1961
فریبا اکبرزاده کرگان; محمد علی نعمت‌اللهی; محمود سلطانی فیروز; سید ولی حسینی; پویا فرشباف آقاجانی. "بهینه‌سازی کشت نانوکلروپسیس اوکولاتا: اثرات هم‌افزای تنش شوری و فراصوت برای تولید زیست‌توده پایدار". , 14, 4, 1404, 83-100. doi: 10.22069/japu.2025.23774.1961
اکبرزاده کرگان, فریبا, نعمت‌اللهی, محمد علی, سلطانی فیروز, محمود, حسینی, سید ولی, فرشباف آقاجانی, پویا. (1404). 'بهینه‌سازی کشت نانوکلروپسیس اوکولاتا: اثرات هم‌افزای تنش شوری و فراصوت برای تولید زیست‌توده پایدار', , 14(4), pp. 83-100. doi: 10.22069/japu.2025.23774.1961
اکبرزاده کرگان, فریبا, نعمت‌اللهی, محمد علی, سلطانی فیروز, محمود, حسینی, سید ولی, فرشباف آقاجانی, پویا. بهینه‌سازی کشت نانوکلروپسیس اوکولاتا: اثرات هم‌افزای تنش شوری و فراصوت برای تولید زیست‌توده پایدار. , 1404; 14(4): 83-100. doi: 10.22069/japu.2025.23774.1961

بهینه‌سازی کشت نانوکلروپسیس اوکولاتا: اثرات هم‌افزای تنش شوری و فراصوت برای تولید زیست‌توده پایدار

مجله بهره برداری و پرورش آبزیان
مقاله 6، دوره 14، شماره 4، دی 1404، صفحه 83-100    اصل مقاله (1.19 M)
نوع مقاله: مقاله کامل علمی - پژوهشی
شناسه دیجیتال (DOI): 10.22069/japu.2025.23774.1961
نویسندگان
فریبا اکبرزاده کرگان1؛ محمد علی نعمت‌اللهی* 2؛ محمود سلطانی فیروز3؛ سید ولی حسینی4؛ پویا فرشباف آقاجانی5
1گروه شیلات، دانشکده منابع طبیعی، دانشگاه تهران، کرج، ایران
2نویسنده مسئول، گروه شیلات، دانشکده منابع طبیعی، دانشگاه تهران، کرج، ایران
3گروه مهندسی ماشین‌های کشاورزی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه تهران، کرج، ایران
4گروه شیلات، دانشکده منابع طبیعی، دانشگاه تهران، کرج، ایران.
5گروه مهندسی ماشین‌های کشاورزی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه تهران، کرج، ایران.
چکیده
در این تحقیق، بهینه‌سازی کشت نانوکلروپسیس اوکولاتا به‌عنوان یک میکروجلبک فتوسنتزی با هدف افزایش تولید زیست‌توده مورد بررسی قرار گرفت. در این مطالعه از تنش شوری (20 ppt) و استفاده از فناوری فراصوت برای بهبود کارایی رشد زیست‌توده استفاده شد. آزمایش‌ها تحت شرایط بهینه کنترل‌شده در آزمایشگاه فیکولوژی انجام شد، که شامل دمای 24 درجه سانتی‌گراد، نور 5000 لوکس، pH معادل 8 و شوری 32 درصد بود. برای اندازه‌گیری رشد میکروجلبک‌ها، از معیارهای مختلفی مانند چگالی نوری (در 750 نانومتر)، کلروفیل (در 650 و 665 نانومتر)، کاروتنوئیدها (در 470 نانومتر) و تعداد سلول‌ها استفاده شد. نتایج نشان داد که ترکیب فراصوت و شوری می‌تواند به‌طور قابل‌توجهی رشد زیست‌توده و میزان رنگدانه‌ها را افزایش دهد. نتایج تحلیل‌های آماری مانند ANOVA و Tukey HSD نشان دادند که تیمارهای تحت تاثیر فراصوت بهترین نتایج را در مقایسه با تیمار شاهد داشتند. به‌طور میانگین، تیمار 7 بالاترین میزان کاروتنوئید را به میزان 992/1 داشت، که در مقایسه با 924/0در تیمار شاهد افزایش چشمگیری نشان داد. تیمار 9 بیشترین سطح تولید کلروفیل در 665 نانومتر را با مقدار 998/1 به دست آورد، در حالی که در تیمار شاهد این مقدار 894/0 بود. همچنین، تیمار 24 بالاترین مقدار کلروفیل در 650 نانومتر را با مقدار 014/1 ثبت کرد که در مقایسه با 724/0 در تیمار شاهد برتری چشمگیری داشت. تیمار 17 نیز بیشترین چگالی نوری را با مقدار 272/1 در 750 نانومتر به دست آورد، که در مقایسه با 77/0 در تیمار شاهد قابل‌توجه بود. این نتایج نشان‌دهنده اثر مثبت فراصوت بر رشد نانوکلروپسیس اوکولاتا بود.
کلیدواژه‌ها
میکروجلبک‌ها؛ پایداری محیط‌زیست؛ امنیت غذایی؛ فوتوبیوراکتور؛ بهینه‌سازی آماری
مراجع
1.Schmidhuber, J., & Tubiello, F.N. (2007). Global food security under climate change. Proceedings of the national academy of sciences, 104(50), 19703-19708. https://doi.org/https:// doi.org/ 10.1073/ pnas.0701976104.

2.Tahir, F., et al. (2024). Emerging trends in algae farming on non-arable lands for resource reclamation, recycling, and mitigation of climate change-driven food security challenges. Reviews in Environmental Science and Bio/ Technology, 23(3), 869-896. https://doi.org/https:// doi.org/10.1007/s11157-024-09697-0.

3.Staudinger, M.D., et al. (2012). Impacts of climate change on biodiversity, ecosystems, and ecosystem services. United States Global Change Research Program, Washington, DC, 4.

4.Biswas, R. K., & Choudhury, A. K. (2024). Climate Change: Deducing the Importance of Algae as a Significant Tool for Mitigation of the Eminent Threat of Climate Induced Changes of Environment. In Algae as a Natural Solution for Challenges in Water-Food-Energy Nexus: Toward Carbon Neutrality (pp. 891-901). Springer. https://doi.org/https://doi.org/ 10.1007/978-981-97-2371-3_33.

5.Chen, C., et al. (2022). The potential and challenge of microalgae as promising future food sources. Trends in Food Science & Technology, 126, 99-112. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.tifs.2022.06.016.

6.Wu, J. Y., et al. (2023). The utility of algae as sources of high value nutritional ingredients, particularly for alternative/ complementary proteins to improve human health. Frontiers in nutrition, 10, 1277343. https://doi.org/https://doi. org/10.3389/fnut.2023.1277343.

7.Tang, G., & Suter, P. M. (2011). Vitamin A, nutrition, and health values of algae: Spirulina, Chlorella, and Dunaliella. Journal of Pharmacy and Nutrition Sciences, 1(2), 111-118. https://doi.org/ https://doi.org/10.6000/1927-5951.2011. 01.02.04.

8.Oliver, L., et al. (2020). Producing omega-3 polyunsaturated fatty acids: A review of sustainable sources and future trends for the EPA and DHA market. Resources, 9(12), 148. https://doi.org/ https://doi.org/10.3390/resources9120148.

9.Kumari, A., Pabbi, S., & Tyagi, A. (2024). Recent advances in enhancing the production of long chain omega-3 fatty acids in microalgae. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 64(29), 10564-10582. https://doi.org/ https://doi.org/10.1080/10408398.2023. 2226720.

  1. Benemann, J. R. (1997). CO2 mitigation with microalgae systems. Energy conversion and management, 38, 475-479. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/S0196-8904(96)00313-5.
  2. Razzak, S. A., et al. (2013). Integrated CO2 capture, wastewater treatment and biofuel production by microalgae culturing-a review. Renewable and sustainable energy reviews, 27, 622-653. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.rser.2013.05.063.
  3. Osorio-Reyes, J. G., et al. (2023). Microalgae-based biotechnology as alternative biofertilizers for soil enhancement and carbon footprint reduction: Advantages and implications. Marine Drugs, 21(2), 93. https://doi.org/ https://doi.org/10.3390/md21020093.
  4. Malik, A., et al. (2015). Hybrid life-cycle assessment of algal biofuel production. Bioresource technology, 184, 436-443. https://doi.org/https:// doi.org/10.1016/j.biortech.2014.10.132.
  5. Barkia, I., Saari, N., & Manning, S. R. (2019). Microalgae for high-value products towards human health and nutrition. Marine drugs, 17(5), 304. https://doi.org/https://doi.org/10.3390/md17050304.
  6. Lee, S. Y., et al. (2021). Techniques of lipid extraction from microalgae for biofuel production: a review. Environmental Chemistry Letters,
    19, 231-251. https://doi.org/https://doi. org/10.1007/s10311-020-01088-5.
  7. Aziz, M. M. A., et al. (2020). Two-stage cultivation strategy for simultaneous increases in growth rate and lipid content of microalgae: a review. Renewable and Sustainable Energy Reviews, 119, 109621. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/ j.rser.2019.109621.
  8. Pal, D., et al. (2011). The effect of light, salinity, and nitrogen availability on lipid production by Nannochloropsis sp. Applied microbiology and biotechnology, 90, 1429-1441. https://doi.org/https:// doi.org/10.1007/s00253-011-3170-1.
  9. Araujo, G. S., et al. (2013). Extraction of lipids from microalgae by ultrasound application: Prospection of the optimal extraction method. Ultrasonics sonochemistry, 20(1), 95-98. https://doi. org/https://doi.org/10.1016/j.ultsonch. 2012.07.027 .
  10. Krishnamoorthy, A., Rodriguez, C., & Durrant, A. (2023). Optimisation of ultrasonication pretreatment on microalgae Chlorella Vulgaris & Nannochloropsis Oculata for lipid extraction in biodiesel production. Energy, 278, 128026.
  11. Deng, Y., et al. (2022). Ultrasound-assisted extraction of lipids as food components: Mechanism, solvent, feedstock, quality evaluation and coupled technologies–A review. Trends in Food Science & Technology, 122, 83-96. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.tifs.2022.01.034.
  12. Fernandes, T., & Cordeiro, N. (2021). Microalgae as sustainable biofactories to produce high-value lipids: biodiversity, exploitation, and biotechnological applications. Marine drugs, 19(10), 573. https://doi.org/https://doi.org/10.3390/md19100573.
  13. Mahmood, T., et al. (2023). Sustainable production of biofuels from the algae-derived biomass. Bioprocess and biosystems engineering, 46(8), 1077-1097. https://doi.org/https://doi.org/10.1007/s08-02796-022-0449.
  14. Molazadeh, M., et al. (2019). The use of microalgae for coupling wastewater treatment with CO2 biofixation. Frontiers in bioengineering and biotechnology,
    7, 42. https://doi.org/https://doi.org/ 10.3389/fbioe.2019.00042.
  15. Geremia, E., et al. (2021). A review about microalgae wastewater treatment for bioremediation and biomass production-a new challenge for Europe. Environments, 8(12), 136. https://doi.org/https://doi.org/10.3390/environments8120136.
  16. Ramakrishnan, B., et al. (2023). Potential of microalgae and cyanobacteria to improve soil health and agricultural productivity: a critical view. Environmental Science: Advances,
    2(4), 586-611. https://doi.org/https:// doi.org/10.1039/D2VA00158F.
  17. Sen, S. K., et al. (2025). Role of Soil Algae in the Maintenance of Soil Fertility and Soil Health. In Soil Algae: Morphology, Ecology and Biotechnological Applications (pp. 293-304). Springer. https://doi.org/https://doi.org/10.1007/978-981-97-9873-5_9.
  18. Bartley, M. L., et al. (2016). Optimization of environmental parameters for Nannochloropsis salina growth and lipid content using the response surface method and invading organisms. Journal of applied phycology, 28, 15-24. https://doi.org/https://doi.org/10.1007/s10811-015-0567-8.
  19. Chen, B., et al. (2017). Manipulating environmental stresses and stress tolerance of microalgae for enhanced production of lipids and value-added products-A review. Bioresource technology, 244, 1198-1206. https://doi.org/https:// doi.org/10.1016/j.biortech.2017.05.170.
  20. Hui, G. T., Meng, T. K., & Kassim, M. A. (2023). Green ultrasonication-assisted extraction of microalgae Chlorella sp. for polysaturated fatty acid (PUFA) rich lipid extract
    using alternative solvent mixture. Bioprocess and Biosystems Engineering, 46(10), 1499-1512. https://doi.org/https:// doi.org/10.1007/s00449-023-02917-x.
  21. Phan, T. M., et al. (2023). Ultrasound-Assisted Lipid Extraction from Chlorella sp.: Taguchi Design and Life Cycle Assessment. Molecular Biotechnology, 1-12. https://doi.org/https://doi.org/10. 1007/s12033-023-00836-6.
  22. Patel, A., et al. (2020). Extraction of lipids from algae using supercritical carbon dioxide. In Green sustainable process for chemical and environmental engineering and science (pp. 17-39). Elsevier. https://doi.org/https://doi.org/ 10.1016/B978-0-12-817388-6.00002-7.
  23. Martínez, J. M., et al. (2020). Pulsed electric field‐assisted extraction of valuable compounds from microorganisms. Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety, 19(2), 305-552. https://doi.org/https://doi.org/10.1111/1541-4337.12512.
  24. Alpural, A., Dincoglu, B., & Imamoglu, E. (2024). Ultrasound-assisted extraction vs. microwave-assisted extraction for sustainable development goals: Selecting the ideal lipid extraction and fatty acid profile. Chemical Engineering and Processing-Process Intensification,
    205, 110035. https://doi.org/https://doi. org/10.1016/j.cep.2024.110035.
  25. Andriopoulos, V., et al. (2022). Production of Antioxidants and High Value Biomass from Nannochloropsis oculata: Effects of pH, Temperature and Light Period in Batch Photobioreactors. Marine Drugs, 20 (9).
  26. Mienis, E., Vandamme, D., & Foubert, I. (2024). Resuspended freeze-dried Nannochloropsis as a model laboratory system for concentrated fresh Nannochloropsis in ultrasound cell disruption experiments. Frontiers in Marine Science, 11, 1359090. https://doi.org/https://doi.org/10.3389/fmars.2024.1359090.
  27. Njoku, C. N., & Otisi, S. K. (2023). Application of central composite design with design expert v13 in process optimization. In Response Surface Methodology-Research Advances and Applications. IntechOpen. https://doi. org/10.5772/intechopen.109704.
  28. ElBarmelgy, A., Ismail, M. M., & Sewilam, H. (2021). Biomass productivity of Nannochloropsis sp. grown in desalination brine culture medium. Desalination and Water Treatment, 216, 306-314. https://doi.org/ https://doi.org/10.5004/dwt.2021.26848.
  29. Gkioni, M. D., et al. (2022). Ultrasound-assisted extraction of Nannochloropsis oculata with ethanol and betaine: 1, 2-propanediol eutectic solvent for antioxidant pigment-rich extracts retaining nutritious the residual biomass. Antioxidants, 11(6), 1103. https://doi. org/https://doi.org/10.3390/antiox11061103. Sales, R., Derner, R. B., & Tsuzuki, M. Y. (2019). Effects of different harvesting and processing methods on Nannochloropsis oculata concentrates and their application on rotifer Brachionus sp. cultures. Journal of Applied Phycology, 31(6), 3607-3615. https://doi.org/https://doi.org/10.1007/s10811-019-01877-8.
  30. Coleman, B., et al. (2023). The effect of drying, cell disruption and storage on the sensory properties of Nannochloropsis sp. Algal Research, 71, 103092. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.algal.2023.103092.
  31. Ambriz-Pérez, D. L., et al. Accurate method for rapid biomass quantification based on specific absorbance of microalgae species with biofuel importance. (1472-765X (Electronic)). https://doi.org/https://doi.org/10.1111/lam.13519.
  32. Borges, L., et al. (2016). Effect of harvesting processes on the lipid yield and fatty acid profile of the marine microalga Nannochloropsis oculata. Aquaculture Reports, 4, 164-168. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.aqrep.2016.10.004 .
  33. Gitelson, A. A., et al. Optical properties of Nannochloropsis sp and their application to remote estimation of cell mass. (0006-3592 (Print)). https://doi. org/https://doi.org/10.1002/1097-0290 (20000905)69:5%3C516::aid-bit6%3E 3.0.co;2-i.
  34. Wan Razali, W. A., Evans, C. A., & Pandhal, J. (2022). Comparative proteomics reveals evidence of enhanced EPA trafficking in a mutant strain of Nannochloropsis oculata. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology, 10, 838445. https://doi. org/https://doi.org/10.3389/fbioe.2022.838445.
  35. Han, K. H., et al. (2025). Exploration of a cultivation strategy to improve eicosapentaenoic acid (EPA) production and growth of a Korean strain of Nannochloropsis oceanica cultivated under different light sources. Biotechnology for Biofuels and Bioproducts, 18(1), 55. https://doi.org/https://doi.org/10.1186/ s13068-025-02 660-3.
  36. Obeid, S. (2018). Ecodesign process for microalgae fractionation: use of supercritical CO2, membrane technology and low frequency ultrasounds.
آمار
تعداد مشاهده مقاله: 210
تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 255


سامانه مدیریت نشریات علمی. طراحی و پیاده سازی از سیناوب